اثر نوع و غلظت تنظیم‌کننده‌های رشد بر پرآوری و ریشه‌زایی گیاه دارویی پنیرباد ‏(‏Withania coagulans‏)‏

نوع مقاله: مقاله کامل

نویسندگان

1 دانشجوی دکترای، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد شیروان

2 دانشیار، بخش تحقیقات علوم زراعی و باغی، مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی و منابع طبیعی خراسان رضوی، سازمان ‏تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی

3 استادیار، گروه فیزیولوژی گیاهان زراعی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد شیروان ‏

4 استادیار، گروه مهندسی نفت، دانشکده علوم، دانشگاه آزاد اسلامی، واحد قوچان

چکیده

به‌منظور ارائه یک روش سریع و کارآمد برای تکثیر گیاه دارویی پنیرباد (Withania coagulans) در شرایط کشت درون‌شیشه‌ای، آزمایشی در قالب طرح کاملاً تصادفی در آزمایشگاه کشت بافت مرکز تحقیقات و آموزش کشاورزی و منابع طبیعی استان خراسان رضوی انجام گرفت. در ابتدا بذرهای جمع­آوری‌شده از رویشگاه طبیعی در استان سیستان و بلوچستان استریل شده و روی محیط کشت MS قرار گرفتند. سپس به‌منظور شاخه‌زایی، ریز نمونه تک گره، روی محیط کشت پایه MS حاوی بنزیل آمینوپورین در پنج سطح صفر، 5/0، 1، 5/1 و 2 میلی­گرم بر لیتر کشت گردید. در مرحله ریشه‌زایی، گیاهچه‌ها به محیط کشت MS حاوی ایندول بوتیریک اسید در غلظت‌های 5/0، 1، 5/1 و 2 میلی‌گرم بر لیتر و نفتالین استیک اسید در غلظت‌های 5/0، 1، 5/1 و 2 میلی‌گرم بر لیتر منتقل شدند، همچنین تیمار شاهد (عدم کاربرد هورمون) در نظر گرفته شد. در نهایت، به‌منظور سازگاری، گیاهچه‌های ریشه­دار به مدت 30 روز در اتاق سازگاری نگهداری گردیدند. بیشترین ضریب تکثیر، تعداد شاخه و تعداد برگ در تیمار بنزیل آمینوپورین با غلظت 5/0 میلی‌گرم بر لیتر و بهترین غلظت تنظیم‌کننده‌های رشد با 90 درصد ریشه‌زایی، در تیمار ایندول بوتیریک اسید با غلظت 5/0 میلی‌گرم بر لیتر بود. در نهایت با انتقال گیاهچه‌های باززایی شده به خاک، 80 درصد آن­ها بقاء خود را حفظ نمودند. به‌طور کلی، برای تولید گیاهچه‌های قوی و شاداب، کاربرد بنزیل آمینوپورین و ایندول بوتیریک اسید در غلظت 5/0 میلی­‌گرم بر لیتر به‌ترتیب برای شاخه­دهی و ریشه­زایی مطلوب، توصیه می­شود.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Effect of type and concentration of growth regulators on the proliferation and ‎marcotting of Withania coagulans medical plant ‎

نویسندگان [English]

  • Aysan Ghahremani 1
  • Ebrahim Ganji Moghadam 2
  • Maryam Tatari 3
  • Susan Khosroyar 4
1 Ph.D. Candidate, Faculty of Agriculture, Shirvan Branch, Islamic Azad University, Shirvan, Iran
2 Associate Professor, Department of Crop and Horticultural Science Research, Khorasan Agricultural and Natural Resources ‎Research and Education Center, AREEO Mashhad, Iran
3 Assistant Professor, Department of Crop Physiology, Faculty of Agriculture, Shirvan Branch, Islamic Azad University, Shirvan, ‎Iran
4 Assistant Professor, Department of Chemical and Petroleum Engineering, Faculty of Science, Quchan Branch, Islamic Azad ‎University, Quchan, Iran‎
چکیده [English]

In order to provide a rapid and useful method for propagation of Withania coagulans medical plant under in-vitro condition was conducted based on completely randomized design experience in tissue culture laboratory of Agricultural Research Center of Khorasan Razavi Province. At first, sterilized seeds are placed in MS media (collected from natural habitat in Sistan and Baluchistan Province). Then for shoot regeneration internode subculture placed in MS media, including Benzylaminopurine (BAP) in 5 levels (0, 0.5, 1, 1.5, 2 mg/L). In step 2, for root regeneration placed in MS media in including indole-3-butyric acid (IBA) in 4 levels 0.5, 1, 1.5, 2 mg/L and Naphthaleneacetic acid (NAA) in 0.5, 1, 1.5, 2 mg/L), also, control treatment (non-application of hormone) was considered. Finally, in order to adapt to seedling, they were kept in an adaptive room for 30 days. The highest proliferation index, number of branches, and number of leaf belong to 0.5 mg/L BAP treatment and the best concentration of growth regulators with 90% marcotting was in the treatment of IBA at 0.5 mg/L concentration. Finally, by transfer of regenerated explants to the soil, 80 percent of them survived. In general, for the production of strong and succulent seedlings, the use of BAP and IBA at 0.5 mg/L concentration is recommended for branching and marcotting, respectively.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Benzylaminopurine
  • indole butyric acid
  • Micropropagation
  1. Bagheri, A., Ziaratnia, M. & Hosseini, M. (2005). In vitro culture of trees. Ferdowsi University of Mashhad. 245 p. (In Farsi)
  2. Beena, M. R., Martin, K. P., Kirti, P. B. & Hariharan, M. (2003). Rapid in vitro propagation of medicinally important Ceropegia candelabrum. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 72(3), 285-289.
  3. Bohidar, S., Thirunavokkarasu, M. & Rao, T. V. (2008). Effect of plant growth regulators on in vitro micro propagation of garden rue (Ruta graveogens L.). International Journal of Integrative Biology, 3(1), 36-43.
  4. Borgato, L., Pisani, F. & Furini, A. (2007). Plant regeneration from leaf protoplasts of Solanum virginianum L. (Solanaceae). Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 88(3), 247-252.
  5. Caboni, E., Tonelli, M. G., Lauri, P., Iacovacci, P., Kevers, C., Damiano, C. & Gaspar, T. (1997). Biochemical aspects of almond micro cuttings related to in vitro rooting ability. Biologia Plantarum, 39(1), 91-97.
  6. Daryani, P., Zareh, N., Chamani, E., Sheykhzad Mosadegh, P. & Javadimajd, D. (2015). The effect of silver nano-particles on microbial contamination and in vitro growth of apical and auxiliary buds of hazelnut cultivars. Agriculturral Biotechnology, 14(1), 21-31.
  7. Ganji, M. E., Bolandi, A. & Anahid, S. (2008). Micropropagation of four selected Dwarf Mahaleb (Prunus mahaleb L.) genotypes. Pajouhesh & Sazandegi. 79, 54-61. (In Farsi)
  8. Gupta, A. P. (1996). Quantitative determination of withaferin-A in different plant parts of Withania somnifera by TLC densitometry. Journal of Medicinal and. Aromatic Plant Science, 18, 788-790.
  9. Gupta, S. K., Khanuja, S. P. S. & Kumar, S. (2001). In vitro micropropagation of Lippia alba. Current Science-Bangalore, 81(2), 206-209.
  10. Hashemabadi, D. & Kaviani, B. (2007). Rapid micropropagation of Aloe vera L. via shoot multiplication. International Journal of Biotechnology & Biochemistry, 3(2-3), 131-138. (in Farsi)
  11. Hussein, E. A. & Aqlan, E. M. (2011). Regeneration of Solanum villosum Mill. via direct organogenesis in vitro: A novel study. International Journal of Botany, 7, 177-182.
  12. Kaykha, Z., Valizadeh, M., Valizadeh, J. & Taheri, K. H. (2012). Studying the quantity and quality of fatty acids in the seeds of Withania coagulans (Stocks) Dun. and Withania somnifera (L.) Dun. collected from different habitats of Sistan and Baluchestan. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants, 33, 730-740. (in Farsi)
  13. Khan, N., Alam, M. S. & Nath, U. K. (2004). In vitro regeneration of garlic through callus culture. Journal of Biological Sciences, 4(2), 189-191.
  14. Khosh-Khui, M. (1999). Plant propagation, principles, and practices (translate). Third volume. Shiraz Publication 1003-1062. (in Farsi)
  15. Liao, Z., Chen, M., Tan, F., Sun, X. & Tang, K. (2004). Micropropagation of endangered. Chinese aloe. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 76(1), 83-86.
  16. Mohtadi, A. M. & Ghaderian, S. M. (2012) Evaluation of auxin (IAA) and kinetin effects on lead uptake and accumulation in Matthiola flavida Bioss. Journal of Cell and Tissue, 3(2), 161-169. (in Farsi)
  17. Nahok, A. (2013). Tissue cultureand Micropropagation of Withania Somnifera. Ph.D. Thesis.  Faculty of Agriculture Zabol University, Iran. (in Farsi)
  18. Nathiya, S., Pradeepa, D., Devasena, T. & Senthil, K. (2013). Studies on the effect of sucrose, light, and hormones on micropropagation and in vitro flowering of Withania somnifera var. Jawahar-20. The Journal of Animal and Plant Sciences, 23(5), 1391-7.
  19. Nikolic, R., Mitić, N. & Nešković, M. (1997). Evaluation of agronomic traits in tissue culture–derived progeny of bird's-foot trefoil. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 48(1), 67-69.
  20. Otroshy, M., Moradi, K., Nekouei, M. K. & Struik, P. C. (2011). Micropropagation of pepper (Capsicum annuum L.) through in vitro direct organogenesis. Asian Journal of Biotechnology, 3, 38-45.
  21. Pashmforosh, N. & Ahmadabadi, M. (2016).In vitro regeneration of red nightshade from different explants and evaluation of gene transfer using a biolistic gun. Genetic and Biomechanical Engineering, 5(2), 167-177. (in Farsi)
  22. Rahamooz-Haghighi, S., Bagheri, K. & Sharafi, A. (2018). Tissue culture and in vitro regeneration of Plantago major. Journal of Medicinal Plants Biotechnology, 4, 37-43. (in Farsi)
  23. Sabir, F., Sangwan, R. S., Kumar, R. & Sangwan, N. S. (2012). Salt stress-induced responses in growth and metabolism in callus cultures and differentiating in vitro shoots of Indian Ginseng (Withania somnifera Dunal). Journal of Plant Growth Regulation, 31, 537-548.
  24. Supe, U., Dhote, F. & Roymon, M. G. (2006). In vitro plant regeneration of Withania somnifera. Plant Tissue Culture and Biotechnology, 16(2), 111-115.
  25. Valizadeh, M., Bagheri, A., Valizadeh, J., Mirjalili, M. H. & Moshtaghi, N. (2015). Phytochemical investigation of Withania coagulans (Stocks) Dunal in natural habits of Sistan and Baluchistan Province of Iran. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants, 31(3), 406-417. (in Farsi)