باززایی گیاه بنفشه معطر (Viola odorata) از طریق کالوس‌های حاصل از دمبرگ

نوع مقاله: مقاله کامل

نویسندگان

1 دانشجوی دکتری، گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، بلوار دانشگاه، اردبیل، ایران، کدپستی: 5619964767

2 استاد، گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، بلوار دانشگاه، اردبیل، ایران، کدپستی: 5619964767

3 استادیار پژوهشکده ژنتیک و زیست‌فناوری کشاورزی طبرستان، پژوهشکده زیست فناوری و کشاورزی طبرستان، کیلومتر 7 جاده دریا، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ساری، مازندران، ایران

4 دانشیار، گروه علوم باغبانی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی، دانشگاه محقق اردبیلی، بلوار دانشگاه، اردبیل، ایران، کدپستی: 5619964767

چکیده

بنفشه معطر (Viola odorata)، یک گیاه دارویی با ارزش دارویی منحصر به­فرد می­باشد که برداشت بیش از اندازه این گیاه دارویی از طبیعت منجر به کاهش زیستگاه­های طبیعی آنها می­شود. تکثیر درون­شیشه­ای، روش قدرتمندی برای تکثیر در سطح وسیع گونه­های مهم تجاری و حفظ ژرم­پلاسم گونه­های در معرض انقراض محسوب می­شود. مطالعه حاضر، به­منظور فراهم­ساختن پروتکلی کارآمد برای کالوس­زایی و اندام­زایی درون­شیشه­ای بنفشه معطر از طریق بهینه­سازی غلظت­های مختلف تنظیم­کننده­های رشد انجام گرفته است. جهت کالوس­زایی، غلظت­های مختلف بنزیل­آدنین (BA) (0، 5/0، 1، 5/1 و 2 میلی­گرم در لیتر) به­همراه توفوردی (2,4-D) (5/0، 1، 5/1 و 2 میلی­گرم در لیتر) و برای باززایی ساقه غلظت­های مختلف BA (5/0، 1، 5/1 و 2 میلی­گرم در لیتر) مورد استفاده قرار گرفت. محیط کشت MS حاوی 5/1 میلی­گرم در لیتر BA و 5/1 میلی­گرم در لیتر 2,4-D، مناسب­ترین ترکیب برای القای کالوس ریزنمونه دمبرگ پس از 30 روز شناخته شد. بهترین رشد و  بیش‌ترین میزان باززایی شاخه از کالوس­های دمبرگ در محیط کشت حاوی 5/1 میلی­گرم در لیتر BA مشاهده گردید. گیاهچه­ها نیز به­آسانی در همان محیط کشت، پس از واکشت دوم، ریشه­زایی نمودند و پس از آن با صد در صد زنده­مانی در بستر پیت­ماس و پرلیت سازگاری یافتند. این پروتکل می­تواند به­طور موفقیت­آمیزی برای تکثیر در سطح وسیع و حفظ ژرم­پلاسم این گیاه دارویی باارزش استفاده گردد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Regeneration of Viola odorota plant from petiole callus

نویسندگان [English]

  • Seyede Nastaran Hosseini Darvishani 1
  • Esmaeil Chamani 2
  • Valiolla Ghasemi Omran 3
  • Behrooz Esmaeilpour 4
1 Ph.D. Candidate, Department of Horticulture Faculty of Agriculture, University of Mohaghegh Ardebili, Ardebil, Iran
2 Professor, Department of Horticulture Faculty of Agriculture, University of Mohaghegh Ardebili, Ardebil, Iran
3 Assistant Professor, Agricultural Biotechnology, Genetics and Agricaltural Biotechnology Institute of Tabarestan, Sari Agricaltural Sciences and Natural Resources University, Sari, Iran
4 Associate Professor, Department of Horticulture Faculty of Agriculture, University of Mohaghegh Ardebili, Ardebil, Iran
چکیده [English]

Sweet violet (Viola odorata) is a medicinal plant with immense medicinal value that over-exploitation of this medicinal plant led to decline its natural habitat. In vitro propagation delivers powerful methods for the mass multiplication of economically important species and germplasm conservation of endangered species. The present study has been carried out to establish an efficient protocol for in vitro callus induction and regeneration of Sweet violetby optimizing the various concentrations of plant growth regulators. For calli induction, different concentrations of 6-benzyladenine (BA) (0, 0.5, 1, 1.5, 2 and 2.5 mg/l) and 2, 4-dichlorophenoxyacetic acid (2,4-D) (0.5, 1, 1.5, 2 and 2.5 mg/l) and for indirect shoot regeneration different concentrations of BA (0.5, 1, 1.5, 2 and 2.5 mg/l) were used. The MS medium supplemented with 1.5 mg/l BA and 1.5 mg/l 2,4-D was found most suitable for callus induction from petiole explants after 30 days of incubation. The best growth response and the highest rate of shoot regeneration from callus were observed on MS medium containing 1.5 mg/l BAP. Shoots were rooted easily in the same regeneration medium after the second subculture and then successfully acclimatized in pitmoss:perlite substrate with 100% survival rate. This protocol could be successfully used for the mass multiplication and germplasm conservation of this valuable medicinal plant.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Benzyladenine (BA)
  • organogenesis
  • plant growth regulator
  • Tissue culture
  1. Arnison, P. G., Bibb, M. J., Bierbaum, G., Bowers, A. A., Bugni, T. S., Bulaj, G., Camarero, J. A., Campopiano, D. J., Challis, G. L., Clardy, J., Cotter, P. D., Craik, D. J., Dawson, M., Dittmann, E., Donadio, S., Dorrestein, P. C. & Entian, K. D. (2013). Ribosomally synthesized and posttranslationally modified peptide natural products: Overview and recommendations for a universal nomenclature. Natural Product Reports, 30, 108-160.
  2. Babber, S. & Kulbhushan, S. (1991). Study of anatomy of vitrified structure in Viola tricolor L. Annals of Biology, 7(1), 93-95.
  3. Burman, R., Gunasekera, S., Stromstedt, A. A. & Goransson, U. (2014). Chemistry and biology of cyclotides: Circular plant peptides outside the box. Journal of Natural Products, 77, 724-736.
  4. Chalageri, G. & Babu, U. V. (2012). In vitro plant regeneration via petiole callus of Viola patrinii and genetic fidelity assessment using RAPD markers. Turkish Journal of Botany, 36, 358-368.
  5. Craik, D.J., Conibear, A. C. (2011). The chemistry of cyclotides. Journal of Organic Chemistry, 76, 4805-4817.
  6. Dornenburg, H. (2010). Cyclotide synthesis and supply: From plant to bioprocess. Biopolymers, 94, 602-610.
  7. Faisal, M., Siddique, I. & Anis, M. (2006). In vitro rapid regeneration of plantlets from nodal explants of Mucuna pruriens- a valuable medicinal plant. Annals of Applied Biology, 148,1-6.
  8. Ghani, U. K., Saeed, A. & Alam, M. T. (1997). Industryunic Medicine. Department of Pharmacognosy, University of Karachi, India, pp, 310-311.
  9. Kaloo, Z. A., Akhtar, R., Hag, Z. & Wafai, B. A. (2013). Effect of growth regulators on the in vitro multiplication of Viola odorata. International Journal of Medicinal Plant Research, 2(4), 187-189.
  10. Kaur R., Kashyap A., Majeed S., Chauhan, N. S. & Bhardwaj, S. V. (2010). In vitro propagation and conservation of Inula recemosa Hook F. an endangered medicinal plant of temperate origin. Journal of Advanced Laboratory Research in Biology, 1(1), 88-91.
  11. Kaur R., Sadiq, M., Kumar, V., Mahajan, R., Saxena, B. & Sharma, D. R. (2007). In vitro propagation and conservation of Gentiana kurroo- a temperate medicinal herb. Journal of Plant Science and Research, 23(1-2), 69-72.
  12. Khalafalla, M. M. & Hattori, K. (1999). A combination of thiadiazuron andbenzyl adenine promotes multiple shoot production from cotyledonary node explants of faba bean (Vicia faba L). Plant Growth Regulation, 27, 145-148.
  13. Lim, T. K. (2014). Edible Medicinal and Non Medicinal Plants: Volume 8, Flowers, Springer Science, New York, London. 1038p.
  14. Lord, A. M. M. (1983). Comparative flower development in the cleistogamous species Viola odorata. I. A growth rate study. American Journal of Botany, 1, 1556-1563.
  15. Mabberley, D. (1987). The Plant Book. Cambridge University Press. Cambridge, 858p.
  16. Maureen, M. & Pau, H. M. (1990). Comparison of 2, 4-D and picloram for selection of long-term totipotent green callus cultures of sugarcane. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 20(3), 157-163.
  17. Murashige, T. (1974). Plant propagation through tissue cultures. Annual Review of Plant Physiology, 25, 135-166.
  18. Naeem, M., Naveed, I., Saqlan naqvi, S. M. & Mahmood, T. (2013). Standardization of tissue culture conditions and estimation of free scavenging activity in Viola odorata L. Pakistan Journal of Botany,45(1), 197-202.
  19. Orlikowska, T., Nowak, E., Marasek, A. & Kucharska, D. (1999). Effects of growth regulators and incubation period on in vitro regeneration of adventitious shoots from gerbera petioles. Plant Cell Tissue Organ Culture, 59, 95-102.
  20. Orlikowska, T., Nowak, E., Marasek, A. & Kuchrska, D. (1999). Effect of growth regulators and incubation period on in vitro regeneration of adventitious shoots from gerbera petioles. Plant Cell Tissue and Organ Culture, 59, 95-102.
  21. Pattnaik, S. K. & Chand, P. K. (1996). In vitro propagation of the medicinal herbs Ocimum americanum L. syn O. canumsinus and O. sanctam. Plant Cell Reports, 15, 846-890.
  22. Razdan, M. K. (1993). An Introduction to Plant Tissue Culture. New Delhi: Oxford and IBH Publishing Co. India.
  23. Rout, G. R., Mohapatra, A. & Mohan Jain, S. (2006). Tissue culture of ornamental pot plant: A critical review on present scenario and future prospects. Biotechnology Advances, 24, 531-560.
  24. Saxena, C., Palai, S. K., Samantaray, S., Rout, G. R. & Das, P. (1997). Plant regeneration from callus cultures of Psoralea corylifolia Linn. Plant Growth Regulation, 22, 13-17.
  25. Slazak, B., Sliwinska, E., Saługa, M., Ronikier, M., Bujak, J., Słomka, A., Go¨ransson, U. & Kuta, E. (2015). Micropropagation of Viola uliginosa (Violaceae) for endangered species conservation and for somaclonal variation-enhanced cyclotide biosynthesis. Plant Cell Tissue and Organ Culture, 120, 179-190.
  26. Soni, M. & Kaur, R. (2014). Rapid in vitro propagation, conservation and analysis of genetic stability of Viola pilosa. Physiology and Molecular Biology of Plants, 20(1), 95-101
  27. Tadahiko, S., Kwon, O. C., Miyake, H., Taniguchi, T. & Maeda, E. (1995). Regeneration of plantlets from petiole callus of wild Viola (Viola patrinii DC.). Plant Cell Reports, 14,768-72.
  28. Thao, N. T. P., Ozaki Y. & Okubo, H. (2003). Callus induction and plantlet regeneration in ornamental Alocasia micholitziana. Plant Cell Tissue Organ Culture, 73(3), 285-9.
  29. Vishwakarma, U. R., Gurav, A. M. & Sharma, P. Ch. (2013). Regeneration of multiple shoots from petiole callus of Viola serpens Wall. Pharmacognosy Research, 5, 86-92.
  30. Wang, J. & Bao, M. Z. (2007). Plant regeneration of pansy (Viola wittrockiana) ‘Caidie’ via petiole-derived callus. Scientia Horticulturae, 111(3), 266-270.