تأثیر غلظت‌های مختلف بنزیلآمینوپورین و نفتالین استیک اسید بر باززایی مستقیم ریزنمونه‌های چهار بوم‌جور موسیر (Allium hirtifolium) درشرایط درون شیشه‌ای

نوع مقاله: مقاله کامل

نویسندگان

1 دانشجوی دکتری، دانشکدۀ کشاورزی، دانشگاه تبریز

2 دانشیار، دانشکدۀ کشاورزی، دانشگاه تبریز

3 استادیار، دانشکدۀ کشاورزی، دانشگاه تبریز

چکیده

در این پژوهش تأثیر ترکیبی از غلظت­های مختلف بنزیل‌آمینو پورین (0، 1، 5/1 و 2 میلی­گرم در لیتر) و نفتالین استیک اسید (0، 25/0، 5/0 و 1 میلی­گرم در لیتر) بر پیازچه­زایی مستقیم و غیرمستقیم ریزنمونه­های پیاز یعنی سوخ چهار بوم‌جور (اکوتیپ) موسیر (لرستان، زنجان، سنندج و اراک) در محیط کشت MS بررسی شد. نتایج نشان داد که تیمارهای مختلف هورمونی و بوم‌جور، زمان و درصد سوخک (Bulblet)زایی، شمار، طول و وزن سوخک­های باززایی‌شدۀ موسیر را تحت تأثیر قرار دادند. استفاده از بنزیل آمینو پورین (BAP) و نفتالین استیک اسید (NAA) باعث تسریع در سوخک­زایی شد و در تیمار 5/1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/0 میلی­گرم در لیتر NAA، بالاترین درصد سوخک­زایی مستقیم (26/82%) با میانگین 13/14 عدد بیشترین شمار سوخک به دست آمد. سوخ‌های بوم‌جور اراک، درصد بالایی از سوخک‌زایی (61/64%) و شمار بیشتری سوخک باززایی‌شده از هر ریز نمونه (33/10) را نشان دادند. پینه (کالوس)­زایی تنها در تیمار 2 میلی‌گرم در لیتر BAP به همراه 1 میلی­گرم در لیتر NAA (05/73 درصد) و تیمار 1 میلی­گرم در لیتر BAP به همراه 5/0 میلی­گرم در لیتر NAA (67/23 درصد) مشاهده شد. ریشه­زایی در محیط کشت بدون هورمون اکسین در زمان کمتری در مقایسه با دیگر تیمارها صورت گرفت و با درصد بالایی از ریشه­زایی (92/79%) نیزهمراه بود. بنابر نتایج به‌دست‌آمده کشت سوخ‌های موسیر منطقۀ اراک در محیط کشت دارای 5/1 میلی­گرم در لیتر BAP همراه با 5/0 میلی­گرم در لیتر NAA برای تولید انبوه سوخک­های درون شیشه­ای موسیر توصیه می­شود.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

The effect of different concentrations of benzylaminopurine and naphthalene acetic acid on direct regeneration of explants of four Persian shallot (Allium hirtifolium) ecotypes at in vitro condition

نویسندگان [English]

  • Nasrin Farhadi 1
  • Jaber Panahandeh 2
  • Alireza Motallebi Azar 2
  • Saeideh Alizadeh Salteh 3
1 Ph. D. Candidate, Faculty of Agriculture, University of Tabriz, Iran
2 Associate Professor, Faculty of Agriculture, University of Tabriz, Iran
3 Assistant Professor, Faculty of Agriculture, University of Tabriz, Iran
چکیده [English]

In the present study, the effects of different concentrations of benzylamino purine (0, 1, 1.5 and 2 mg l-1) and naphthalene acetic acid (0, 0.25, 0.5 and 1 mg l1-) on direct and indirect bulblet rejected set by user of basal plate explants of four ecotypes of Psersian shallot (Lorestan, Zanjan, Sanandaj and Arak) on MS medium were investigated. The results showed that different hormonal treatments and ecotypes affected the time and percent of bulblet regeneration as well as the number, length and weight of regenerated bulblets. Moreover, direct and indirect regeneration of bulblet were different among the treatments. Application of BAP and NAA accelerated the bulblet regeneration of Persian shallot explants and the highest bulblet regeneration (82.26%) and maximum bulbllets number (14.13) were obtained by 1.5 mg g-1 BAP with 0.5 mg l-1 NAA. The explants of Arak ecotype showed the highest percent of bulblet regeneration (64.61%) and bulblets number (10.33) per each explant. The callus induction was only observed in 2 mg l-1 BAP+1 mg l-1 NAA (75.05%) and 1 mg l-1 BAP+0.5 mg l-1 NAA (23.67%) treatments. The rooting of bulblet in all the studied ecotypes was obtained in hormone-free medium in the shortest time (25 after culture) in comparison with other treatments that was also accompanied with the highest percent of rooting (79.917%). According to the results the culture of Arak ecotype bulbs in medium with 1.5 mg g-1 BAP and 0.5 mg l-1 NAA is advisable for invitro bulblets production of Persian shallot.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Auxin
  • bulblet regenerstion
  • cytokinin
  • ectype
  • mooseer
  1. Asadian, G., Jalili, H., Faramarzi, J. & Babakhanlo, P. (2001). Cultivation and domestication of mooseer (Allium hirtifolium) in Hamadan. Natural Resources Research Center of Hamadan. 15 p. (in Farsi)
  2. Asha Devi, A., Khar, A. & Lawande, K. E. (2007). Genotypic response of short day garlic (Allium sativum L.) accessions to shoot multiplication. Journal of Spices and Aromatic Crops, 16, 15-21.
  3. Ayabe, M. & Sumi, S. (1998). Establishment of novel tissue culture method stems disc culture and practical application to micropropagation of garlic (Allium sativum L.). Plant Cell Reports, 7, 773-779.
  4. Barandiaran, X., Martin, N., Rodriguez, M., Di Petro, A. & Martin, J. (1999). Genetic variability in the callogenesis and regeneration of garlic. Plant Cell Reports, 18, 134-137.
  5. Barile, E., Capasso, R., Izzo, A. A., Lanzotti, V., Sajjadi, S. E. & Zolfaghari, B. (2005). Structure activity culture and chromosomal instability in solid callus culture.Scientia Horticulture, 104, 1-9.
  6. Dashti, F., Ghahremani-Majd, H. & Esna-Ashari, M. (2012). Overcoming seed dormancy of mooseer (Allium hirtifolium) through cold stratification, gibberellic acid, and acid scarification. Journal of Forestry Research, 23(4), 707-710.
  7. Ebrahimi, E., Mohammadi-Dehcheshmeh, M., Habashi, A. A., Ghannadha, M. R., Ghareyazie, B. & Yazdi-Samadi, B. (2006). Direct shoot regeneration from cumin, Cuminum cyminum L. embryo. In Vitro Cellular and Developmental Biology, 42, 455-460.
  8. Ebrahimi, R., Hassandokht, M. R., Zamani, Z., Kashi, A., Roldan-Ruiz, I. & Van Bockstaele, E. (2014). Seed morphogenesis and effect of pretreatments on seed germination of Persian Shallot (Allium hirtifolium Boiss.), an Endangered Medicinal Plant. Horticulture, Environment, and Biotechnology, 55(1), 19-26.
  9. Ebrahimi, R., Zamani, Z. & Kashi, A. (2008). Genetic diversity evaluation of wild Persian shallot (Allium hirtifolium Boiss.) using morphological and RAPD Markers. Scientia Horticulturae, 119, 345-351.
  10. Ebrahimi, R., Zamani, Z., Kashi, A. & Jabbari, A. (2009).Comparison of fatty acids, mineral elements of 17 Iranian shallot landraces (Allium hirtifolium Boiss.). Iranian Journal of Food Science and Technology, 5(1), 61-68. (in Farsi)
  11. Gantait, S., Mandal, N. & Das, P. K. (2010). An overview on in vitro culture of genus Allium. American Journal of Plant Physiology, 5(6), 325-337.
  12. Ghahramani-Majd, H., Dashti, F., Piri, K. & Yari, M. B. (2010). Bulblet production of Mooseer (Allium hirtifolium) in vitro condition. Plant Production Technology, 9(2), 65-73. (in Farsi)
    1. Guo, D. P., Zhu, Z. J., Hu, X. X. & Zheng, S. J. (2005). Effect of cytokinins onshoot regeneration from cotyledon and leaf segment of stem mustard (Brassica juncea var. tsatsai). Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 83, 123-127.
    2. Hailekidan, B., Andargie, M. & Assefa, K. (2013). In vitro plantlet regeneration from the bulbs of shallot (Allium Cepa var. Group Aggregatum). Research in Plant Sciences, 1(2), 45-52.
    3. Khalid, A., Guo, D. & Zhu, Z. J. (2001). Effect of growth regulator on plantlet regeneration and bulbing in onion (Allium cepa L.) in in-vitro. Pakistan Journal of Biological Sciences, 4(3), 374-377.
    4. Kumar, S., Kashyap, M. & Sharma, D. R. (2005).In vitro regeneration and bulbletgrowth from lily bulb scale explants as affected by retardants, sucrose, and andirradiance. Biologia Plantarum, 48, 629-632.
    5. Luciani, G. F., Mary, A. K., Pellegrini, C. & Curvetto, N. R. (2006). Effects ofexplants and growth regulators in garlic callus formation and plant regeneration. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 87, 139-143.
    6. Mehrabi, A. A. & Fazeli-Nasab, B. (2012). In vitro culture of Allium scorodoprasum spp. Rotundum: callus induction, somatic embryogenesis and direct bulblet formation. International Journal of Agriculture and Crop Sciences, 4(1), 1-7.
    7. Mortazaei, S., Rafieian, M., Ansary Samani, R. & Shahinfard, N. (2014).Comparison of phenolic compounds concentrations and antioxidant activity of eight medicinal plants.Journal of RafsanjanUniversity of Medical Sciences, 12, 519-530. (in Farsi)
    8. Mukhopadhyay, M. J., Sengupta, P., Mukhopadhyay, S. & Sen, S. (2005) Invitro stable regeneration of onion and garlic from suspension mustard (Brassica juncea var. tsatsai). Plant Cell, Tissue and OrganCulture, 83, 123-127.
    9. Murashige, T. & Skoog, F. (1962). A revised medium for rapid growth and bioassays with tobacco tissue cultures.Plant Physiology, 15, 473-497.
    10. Nagasawa, A. & Finer, J. J. (1988). Induction of morphogenic callus cultures from leaf tissue of garlic. Horticulture Science, 23, 1068-1070.
    11. Omidbaigi, R. (2009). Production and processing of medicinal plant.5th Edition. Astan Ghods Razavi Press, 397 p. (in Farsi)
    12. Rechinger, K. H. (1984). Flora Iranica, Alliaceae. Akademische Druck, Univ. Verlagsanstalt Graz, Austria, 85 pp.
    13. Roksana, R., Alam, M. F., Islam, R. & Hossain, M. M. (2002).In vitro bulblet formation from shoot apex in garlic (Allium sativum L.). Plant Tissue Culture, 12(1), 11-17.
    14. Uranbey, S. (2010). In vitro bulblet regeneration from immature embryos of Muscari azureum. African Journal of Biotechnology, 9, 5121-5125.
    15. Xu, Z., Yeong-Cheol, Y. C. & Kim, C. H. (2008). Effect of plant growth regulators, temperature and sucrose on shoot proliferation from the stem disc of Chinese jiaotou (Allium chinense) and in vitro bulblet formation. Acta Physiology Plant, 30, 521-528.
    16. Yasmin, S., Khan, I. A., Khatri, A., Seema, N., Nizamani, S. G. & Arain, M. A. (2009).In vitro plant regeneration in bread wheat (Triticum aestivum L.). Pakistan Journal of Botany, 41, 2869-2876.
    17. Zaidi, N., Habib Khan, Z., Zafar, F. & Iqbal Zafar, S. (2000). Bulbous and cormous monocotyledonous ornamental plants in vitro. Science Vision, 6, 58-72.
    18. Zhang, S. Z. & Li, J. R. (2006). Effect of plant growth regulators combination to the stem disc callus regeneration system of garlic (Allium sativum L.). Seed, 6, 38-40.